细胞质染色是生物学实验中用于观察细胞质内结构、成分分布及代谢活动的重要技术。其核心在于通过特定染色剂与细胞质中的目标物质结合，在显微镜下呈现清晰可见的图像。以下是细胞质染色的标准流程及关键要点：
一、实验准备
1. 材料选择
- 细胞类型：根据实验目的选择合适细胞，如动植物细胞(如洋葱表皮细胞、人口腔上皮细胞)、培养细胞或微生物(如酵母菌)。
- 染色目标：明确需观察的细胞质成分(如线粒体、液泡、糖原颗粒等)，选择对应的特异性染色剂。
2. 试剂与仪器
- 染色剂：
- 活体染色剂：如詹纳斯绿B(线粒体专一性染色)、中性红(液泡染色)。
- 固定染色剂：如苏丹染料(脂质检测)、碘液(淀粉检测)。
- 辅助试剂：生理盐水(维持细胞形态)、缓冲液(调节pH)、酒精(脱色或固定)。
- 工具：光学显微镜、载玻片、盖玻片、镊子、滴管、染色皿、吸水纸等。
二、样本制备
1. 细胞分离与处理
- 动植物细胞：
- 动物细胞：取口腔上皮细胞时，需用牙签轻刮颊内侧，涂于载玻片生理盐水中；若为血液细胞，需抗凝处理后离心分离。
- 植物细胞：撕取洋葱内表皮或叶片下表皮，剪成小片置于载玻片上。
- 微生物：酵母菌悬液需稀释至适宜浓度(如10%葡萄糖培养液中培养)。
2. 细胞活性维持
- 活体染色需保持细胞活性，操作需迅速，避免长时间暴露导致细胞死亡。
- 若需固定细胞(如死细胞染色)，用95%酒精或醋酸-酒精混合液(3:1)固定10-15分钟，水洗后染色。
三、染色操作
1. 染色剂配制
- 詹纳斯绿B染液：1%詹纳斯绿B溶于生理盐水，现用现配(易沉淀)；
- 中性红染液：0.1%中性红水溶液，用于液泡活体染色；
- 苏丹染液：苏丹III或IV溶于酒精，用于脂滴检测(需切片脱色)。
2. 染色步骤
- 活体染色(以线粒体为例)：
1. 载玻片中央滴加1-2滴詹纳斯绿B染液；
2. 放置细胞样本，覆盖盖玻片，避免气泡；
3. 室温染色10-15分钟，显微镜下观察线粒体蓝绿色颗粒。
- 固定染色(以脂滴为例)：
1. 细胞样本经酒精固定后，水洗去除残留酒精；
2. 苏丹染液染色15分钟，酒精分色(洗去多余染料)；
3. 水洗后甘油封片，镜下观察橘红色脂滴。
3. 染色条件控制
- 时间：活体染色时间过长会导致细胞死亡，染色剂渗漏；固定染色需充分反应。
- 浓度：染色剂浓度过高易导致背景过深，需按标准稀释(如0.5%-1%溶液)。
- 温度：常温操作，高温可能破坏细胞结构或加速染料挥发。
四、封片与观察
1. 封片处理
- 活体染色样本直接盖盖玻片，吸去多余染液；
- 固定染色样本需梯度脱水(酒精系列)后，用中性树脂或甘油封片。
2. 显微镜观察
- 低倍镜定位：快速找到染色区域，调整光强(活体染色需弱光避免漂白)。
- 高倍镜细节：切换高倍物镜，调节细准焦螺旋，观察细胞器形态、分布及颜色。
- 对照设置：设置未染色对照组，排除非特异性着色干扰。
五、结果分析与记录
1. 图像特征
- 线粒体：詹纳斯绿B染色后呈蓝绿色棒状或颗粒状；
- 液泡：中性红染色后呈红色，占据细胞大部分体积；
- 脂滴：苏丹染色后呈橘红色圆形颗粒。
2. 数据记录
- 绘图标注细胞器位置、大小及数量；
- 记录染色条件(时间、浓度)、细胞活性状态及异常现象(如质膜破裂导致染料外渗)。
六、注意事项
1. 安全操作：染色剂多为有毒化学品(如苯胺类)，避免皮肤接触，实验后洗手。
2. 污染控制：染色废液需分类回收，避免交叉污染其他样本。
3. 误差排查：
- 背景过深：缩短染色时间或降低染液浓度；
- 细胞重叠：重新制片，确保单层分布。
